Sommario

• Screening ad alto rendimento nella ricerca sul cancro
• Saggi per micropiastre per la ricerca sul cancro
• Liberare il potenziale dei lettori per micropiastre nella ricerca sul cancro

Screening ad alto rendimento nella ricerca sul cancro

Lo screening ad alto rendimento (HTS) ha rivoluzionato il campo della ricerca sul cancro consentendo una valutazione rapida e sistematica dei composti per il loro potenziale come agenti antitumorali. Questo approccio rappresenta un passo fondamentale negli stadi iniziali della scoperta di farmaci antitumorali.

HTS prevede la valutazione metodica di migliaia o milioni di composti provenienti da librerie per identificare potenziali candidati che interagiscono con specifici target biologici in modo previsto. Questi candidati, spesso indicati come “lead” o “colpi”, fungono da base per un’ulteriore ottimizzazione e sviluppo di potenziali agenti antitumorali.

Inoltre, i recenti progressi nel trattamento oncologico personalizzato sono stati guidati dallo sviluppo di farmaci mirati. Questi trattamenti possono sfruttare le innovazioni nella tecnologia degli organoidi, che coinvolge la cultura degli organoidi con capacità di auto-rinnovamento, auto-organizzazione e proliferazione a lungo termine imitando molte caratteristiche dei tessuti primari. Le librerie di organoidi derivati dal paziente (Patient-Derivated organoid, PDO) sono emerse come biobanche viventi, consentendo analisi approfondite della funzione tissutale, dello sviluppo, dell’avvio del tumore e della patobiologia del cancro. I PDO sono versatili e possono essere utilizzati per analisi di sequenziamento, screening farmacologico, test di terapia mirata, studi sul microambiente tumorale e applicazioni di ingegneria genetica.

Nel campo della ricerca sul cancro, questi strumenti sono comunemente impiegati per valutare gli effetti dei composti sulle linee cellulari tumorali, studiare l’espressione di geni o proteine specifici e valutare varie risposte cellulari. Svolgono un ruolo fondamentale nell’identificazione di potenziali agenti antitumorali e nell’avanzamento della nostra comprensione della biologia tumorale attraverso sforzi di screening sistematici su larga scala.

La robotica e i dispositivi per la manipolazione dei liquidi sono fondamentali per l’automazione di HTS. Queste tecnologie consentono l'erogazione precisa di composti, cellule e reagenti in piastre multi-pozzetto, garantendo la coerenza e riducendo al minimo l'errore umano.

In sintesi, l’integrazione di lettori per micropiastre, biologia 3D, robotica, dispositivi di manipolazione dei liquidi e software dedicati ha rivoluzionato la ricerca sul cancro accelerando la scoperta di potenziali composti antitumorali. Sebbene HTS non sostituisca l’intero processo di scoperta farmacologica, svolge un ruolo fondamentale nell’identificazione dei lead e migliora la nostra comprensione della biologia tumorale.

Saggi per micropiastre per la ricerca sul cancro

I saggi per micropiastre sono emersi come strumenti preziosi, offrendo capacità ad alto rendimento e la capacità di analizzare numerosi campioni contemporaneamente. Questi saggi consentono ai ricercatori di studiare vari aspetti della biologia del cancro, dalla vitalità e citotossicità cellulare alle interazioni proteina-proteina e all’attività enzimatica. In questo articolo, esploreremo alcuni dei principali saggi per micropiastre utilizzati nella ricerca sul cancro:

saggi di vitalità cellulare

I saggi di vitalità cellulare vengono utilizzati per determinare il numero di cellule vitali e proliferanti in un campione. Sono fondamentali per valutare l’impatto di diversi trattamenti sulle cellule tumorali, aiutando i ricercatori a valutare il potenziale degli agenti antitumorali. I metodi più comuni includono l'uso di coloranti che vengono assunti dalle cellule viventi e il segnale risultante viene misurato da un lettore di micropiastre.

• Il saggio MTT (3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolium bromuro) è ampiamente utilizzato nella ricerca per valutare la vitalità cellulare e la proliferazione con letture colorimetriche. Il colorante MTT giallo viene ridotto dalle cellule metabolicamente attive per formare un prodotto di formazan viola (Figura 1). Questo viene solubilizzato e l'intensità di assorbanza viene misurata su un lettore per micropiastre 590 a nm. MTT è piuttosto economico e relativamente veloce in quanto può dare risultati entro quattro ore. Nel mercato ci sono altri saggi per micropiastre che funzionano in modo simile, per esempio XTT giallo (2,3-bis-(2-metossi-4-nitro-5-sulfofenil)-2H-tetrazolium-5-carboxanilide) viene ridotto da cellule metabolicamente attive a formazan arancione (lettura di assorbanza, OD 450-500 nm) o colorante di resazurina (alamarBlue) viene ridotto a risurufina (lettura di fluorescenza, ex 560/ em 590).
  
  Leggete la nota applicativa: Valutate la vitalità e proliferazione cellulare con letture colorimetriche

Figura 1. Schema del meccanismo del saggio MTT

• Il saggio ATP (adenosina trifosfato) è un saggio di luminescenza omogeneo e stabile per determinare il numero di cellule vitali in coltura. Il metodo si basa sulla quantificazione dell'ATP presente nel pozzo, un indicatore di cellule metabolicamente attive (Figura 2). Diverse aziende vendono composti pronti all'uso che devono essere aggiunti 1:1 nel pozzetto con i campioni e, dopo un'incubazione molto breve, il campione può essere letto su un lettore per micropiastre dotato di modalità di rilevamento della luminescenza. Come accennato in precedenza, diversi test nella ricerca sul cancro vengono eseguiti su modelli 3D. L'esecuzione di test di vitalità sugli sferoidi può essere difficile a causa della difficoltà di garantire che il reagente raggiunga il nucleo dello sferoide. Tuttavia, sono ora disponibili saggi di vitalità basati su ATP specifici per le colture 3D, rendendo più facile valutare rapidamente la risposta ai farmaci in entrambi i sistemi di modelli 2D e 3DD.
  
  Ulteriori informazioni sui saggi ATP:
  • Misurazione della vitalità delle cellule tumorali utilizzando un saggio in luminescenza stabile e omogeneo
  • Valutazione rapida della risposta ai farmaci in sistemi modello di carcinoma mammario 2D e 3D con un saggio di vitalità in luminescenza

Figura 2. Schema del meccanismo di dosaggio della luciferina a base di ATP

• Il saggio EarlyTox™ Live/Dead di Molecular Devices contiene due marcatori per le cellule vive o morte: calceina AM ed etidio omodimero-III (EthD-III). La calceina AM non fluorescente penetra nella membrana cellulare intatta e viene convertita in calceina fluorescente dalle esterasi intracellulari. L’EthD-III è sostanzialmente non fluorescente e non riesce a penetrare in una membrana plasmatica intatta. Quando l’integrità della membrana cellulare è compromessa (per morte cellulare), EthD-III entra nelle cellule e si lega agli acidi nucleici, con conseguente fluorescenza rosso brillante nelle cellule morte (Figura ). 4
  
  Leggete la nota applicativa: Misurazione della morte cellulare sul lettore SpectraMax iD3 con saggi di vitalità cellulare

saggi di citotossicità

Nella ricerca sul cancro è fondamentale capire come le cellule rispondono a vari trattamenti, compresi i potenziali agenti antitumorali. Questi saggi su micropiastre possono aiutare i ricercatori a distinguere tra processi apoptotici (morte cellulare programmata) e necrotici (morte cellulare incontrollata).

• Sono stati progettati diversi saggi per rilevare e misurare diversi processi di morte cellulare, tra cui apoptosi e necrosi. In uno di questi test di Promega, il legame di due proteine di fusione dell'annessina V contenenti subunità complementari di luciferasi NanoBiT® alla fosfatidilserina esposta sul foglietto esterno delle membrane cellulari durante il processo apoptotico consente la generazione di un segnale luminescente. In caso di perdita di integrità della membrana, un colorante legante il DNA entra nella cellula e genera un segnale fluorescente verde (Figura 3).

Figura 3. Nelle cellule sane le proteine di fusione dell’Annessina V-LgBiT e dell’Annessina V-SmBiT (NanoBiT) sono molto distanti e non viene generata alcuna luminescenza. Il colorante del DNA profluorescente non si lega al DNA e anche il segnale fluorescente è assente (A). Nell’apoptosi precoce, la luminescenza rimane bassa fino a quando l’esposizione al PS non avvicina le proteine di fusione dell’Annessina V, formando una luciferasi funzionale, mentre il colorante del DNA profluorescente rimane al di fuori delle cellule. La luminescenza viene generata e la fluorescenza rimane assente (B). Durante la necrosi secondaria, il segnale fluorescente viene generato in seguito alla perdita di integrità della membrana durante l’apoptosi in stadio avanzato, quando il colorante del DNA può entrare nella cellula. Sia la luminescenza che la fluorescenza sono generate in questo caso (C).

• Nel saggio LDH (Lactate Dehydrogenase), LDH viene rilasciato nel terreno di coltura cellulare quando le membrane cellulari vengono interrotte, come nel caso di cellule morte o morte.
• L'attività della caspasi viene misurata utilizzando un substrato fluorogenico che emette fluorescenza al momento della scissione da parte di caspasi attive. Scoprite un saggio omogeneo, in un unico passaggio, per la caspasi-3 disegnato specificamente per i lettori per micropiastre: Il substrato fluorogeno (Ac-DEVD)2-R110 contiene due sequenze bersaglio consenso DEVD e viene completamente idrolizzato dagli enzimi nel lisato cellulare. L’idrolisi di entrambi i peptidi DEVD determina il rilascio del colorante fluorescente verde R110, provocando un considerevole aumento della fluorescenza, con eccitazione a 110 nm ed emissione a  nm. I kit dei saggi EarlyTox Caspase-3/7 NucView consentono la rilevazione dell’apoptosi in popolazioni cellulari intatte attraverso l’uso del substrato della caspasi-3 NucView . Il vantaggio di questo saggio per micropiastre è che è stato ottimizzato per l'uso con lettori per micropiastre e sistemi di imaging. Questo kit di dosaggio, utilizzato insieme ai lettori per micropiastre SpectraMax o al citometro 300 per imaging SpectraMax MiniMax, offre agli utenti un approccio flessibile alla quantificazione dell’apoptosi. Le cellule apoptotiche possono essere misurate direttamente in funzione della fluorescenza totale per pozzetto o mediante imaging e conteggio di singole cellule, con risultati comparabili per entrambi i metodi. Infine, abbiamo dimostrato che 488 il dosaggio EarlyTox Caspase-3/7 NucView™ funziona molto bene anche sugli sferoidi. Nello specifico, abbiamo valutato l’apoptosi negli sferoidi HepG2 biostampati magneticamente (Figura ). 4

Figura 4. Schema delle diverse opzioni che possono essere perseguite durante l’esecuzione di studi di tossicità con i kit di vitalità cellulare EarlyTox.

Saggi con geni reporter

Questi saggi su micropiastre implicano l’introduzione di geni reporter nel cancro o in altri tipi di cellule per monitorare l’attività di geni specifici o percorsi di segnalazione. L’espressione del gene reporter può essere quantificata utilizzando lettori per micropiastre, fornendo approfondimenti sulla regolazione dei geni e dei percorsi correlati al cancro. Uno dei più utilizzati è il saggio reporter della luciferasi, che consente lo studio dell'espressione genica a livello trascrizionale. È popolare perché è relativamente economico e fornisce misurazioni rapide e quantitative. La luciferasi di lucciola è un reporter ampiamente utilizzato per studiare la funzione e la regolazione genica. Si tratta di un reporter molto sensibile a causa della mancanza di qualsiasi attività luciferasica endogena nelle cellule o nei tessuti di mammifero… La luciferasi di lucciola catalizza l’ossidazione ATP-dipendente della D-luciferina con la conseguente emissione di luce (Figura 1A). La luciferasi dalla pansy di mare Renilla reniformis è usata spesso nei saggi della luciferasi multiplexed come secondo reporter per normalizzare l'efficienza della trasfezione e per studiare la regolazione e la funzione del gene. La luciferasi di Renilla catalizza l’ossidazione della celenterazina per produrre luce. I doppi saggi della luciferasi consentono la misurazione dell'attività sia della lucciola che della luciferasi di Renilla in un singolo campione, con la lucciola che agisce come reporter sperimentale e la Renilla come controllo (Figura 5).

Figura 5. Reazioni chimiche catalizzate da luciferasi di lucciola (A) e luciferasi di Renilla (B).

Il kit del saggio reporter SpectraMax® DuoLuc™ permette la quantificazione altamente sensibile della luciferasi sia di lucciola che di Renilla in cellule di mammifero. L'iniezione seriale di due reagenti di rilevamento ottimizzati consente di dosare le luciferasi nello stesso pozzetto per micropiastre. Illustriamo come vengono utilizzati il saggio reporter DuoLuc e il lettore SpectraMax iD5 per rilevare l’attivazione del fattore nucleare κB (NF-κB) in un modello basato su cellule di mammifero. NF-κB è molto importante per la regolazione di infiammazione, immunità, proliferazione, differenziazione e apoptosi.

Scoprite di più sul saggio con geni reporter a doppia luciferasi:

• Monitoraggio dell’attivazione di NF-κB con un sensibile saggio reporter a doppia luciferasi sul sistema SpectraMax iD5
• Rilevazione dell’espressione della doppia luciferasi sul lettore per micropiastre FlexStation 3

Saggi di attività enzimatica

Gli enzimi, come le chinasi e le fosfatasi, svolgono un ruolo cruciale nelle vie di segnalazione del cancro. I saggi dell’attività enzimatica implicano la misurazione dell’attività di questi enzimi utilizzando substrati che producono un segnale rilevabile. I lettori per micropiastre quantificano la reazione enzimatica, consentendo ai ricercatori di valutare l’impatto di diversi trattamenti sull’attività enzimatica.

• La tecnologia IMAP® di Molecular Devices consente di eseguire rapidi saggi omogenei non radioattivi su chinasi, fosfatasi e fosfodiesterasi ed è adatta sia per lo sviluppo di saggi che per lo screening ad alto rendimento. I saggi IMAP sono basati sul legame del fosfato a complessi di coordinazione metallici immobilizzati su nanoparticelle. Quando i gruppi di legame IMAP si legano al substrato fosforilato, il movimento molecolare del peptide viene alterato e la polarizzazione della fluorescenza (PF) della marcatura fluorescente legata al peptide aumenta (Figura 1, a sinistra). Nella versione per TR-FRET del saggio, l’inclusione di una molecola donatrice di terbio (Tb) permette il trasferimento di energia fluorescente quando è presente un substrato fosforilato (Figura 1, a destra). Questo saggio viene rilevato nella modalità a tempo risolto, che praticamente elimina l’interferenza della fluorescenza derivante dai composti o dai componenti del saggio in uno screening. Il TR-FRET offre anche flessibilità in termini di dimensioni e concentrazione del substrato.
  
  Ulteriori informazioni sui saggi IMAP:
  • Saggi chinasici in PF con tecnologia IMAP sul lettore per micropiastre multimodale SpectraMax M5
  • Saggi della fosfodiesterasi con tecnologia IMAP sui lettori per micropiastre multimodali SpectraMax

Figura 6. Principio dei saggi della fosfodiesterasi IMAP PF e TR-FRET

• THUNDER™ è una piattaforma di saggi basati su cellule versatile ed economicamente vantaggiosa sviluppata da Bioauxilium Research per la misurazione di singole proteine endogene fosforilate e totali. Nello specifico, il kit di dosaggio THUNDER™ Phospho-ERK1/2 (T202/Y204) è un immunodosaggio sandwich TR-FRET omogeneo con un semplice flusso di lavoro costituito da tre fasi che possono segnalare indirettamente l’attività superiore o inferiore del recettore tirosin-chinasico, situato a monte della via di segnalazione cellulare MAPK/ERK (Figura ). 8
  
  Leggete la nota applicativa: Misurazione basata su cellule della fosforilazione di ERK1/2 con il saggio TR-FRET THUNDER

Figura Immunodosaggio sandwich THUNDER 8 TR-FRET. Il legame di Eu-Ab1 e FR-Ab2 all'analita consente un trasferimento di energia dal chelato di europio al fluoroforo dell'accettore, con conseguente segnale 665 a nm rilevato utilizzando un lettore per micropiastre con modalità di rilevamento risolta nel tempo.

Test di interazione proteina-proteina

I ricercatori utilizzano lettori per micropiastre per rilevare e quantificare le interazioni tra proteine specifiche nelle vie del cancro. Queste interazioni possono rivelare i ruoli di queste proteine nello sviluppo e nella progressione del cancro. I trattamenti farmacologici sono spesso progettati con l'obiettivo di interrompere determinate interazioni proteina-proteina. Pertanto, è importante disporre di saggi per micropiastre che facilitino lo studio delle interazioni tra proteine specifiche.

• Il trasferimento di energia per risonanza della bioluminescenza (Bioluminescence Resonance Energy Transfer, BRET) è una tecnica per la misurazione delle interazioni proteina-proteina o proteina-ligando che prevede l’interazione di un donatore bioluminescente e un accettore fluorescente. Quando donatore e accettore sono più vicini 10 di nm l'uno all'altro, il donatore eccita l'accettatore, che emette quindi fluorescenza. Etichettando una proteina di interesse con il donatore e il suo partner di legame con l'accettore, è possibile misurare le interazioni proteiche utilizzando un lettore per micropiastre per rilevare la luce emessa dal donatore e dall'accettore (Figura ). 9
  
  Scopri di più sulla tecnologia NanoBRET:
  • Misurazione dell’interazione tra le proteine p53 e MDM2 con la tecnologia NanoBRET
  • La tecnologia NanoBRET sul lettore per micropiastre multimodale SpectraMax i3x
  • Valutazione della capacità del lettore per la tecnologia NanoBRET™: Due saggi semplici ed efficaci

Figura 9. Saggio NanoBRET. Quando una fusione NanoLuc-Proteina A (donatore di energia) interagisce con una fusione HaloTag-Proteina B marcata in modo fluorescente (accettore di energia), donatore e accettore vengono avvicinati e l'energia viene trasferita.

• È disponibile un’ampia varietà di combinazioni di kit e di reagenti per studiare le interazioni proteina-proteina ed eseguire saggi su recettori nucleari, dimerizzazione dei recettori, legame dei ligandi, internalizzazione dei recettori, enzimi e molto altro. L’HTRF prevede l’uso di due fluorofori, uno che funge da donatore e l’altro da accettore, per marcare le proteine o altre biomolecole di interesse. Quando le biomolecole interagiscono, la loro prossimità permette che si verifichi il trasferimento di energia per risonanza della fluorescenza (Fluorescence Resonance Energy Transfer, FRET) dal fluoroforo donatore al fluoroforo accettore. L’uso di criptati dei lantanidi che emettono fluorescenza di lunga durata come donatori consente la rilevazione a tempo risolto dei saggi HTRF, riducendo al minimo la fluorescenza di fondo di breve durata emessa dai composti e da altri materiali. La rilevazione del FRET a tempo risolto (TR-FRET) con un lettore per micropiastre fornisce un’indicazione del legame biomolecolare. (Vedere anche IMAP TR-FRET, sopra.)
• La polarizzazione della fluorescenza (PF) è una tecnica usata diffusamente per monitorare gli eventi di legame in soluzione. Può essere utilizzato per valutare il legame proteina-anticorpo, l’ibridazione del DNA, l’attività enzimatica ed è adatto per lo screening ad alto rendimento. Una piccola molecola marcata in fluorescenza (tracciante) che viene eccitata con luce polarizzata linearmente emette principalmente luce depolarizzata perché il tracciante ruota rapidamente nel periodo tra l’eccitazione e l’emissione. Tuttavia, quando il tracciante si lega a una molecola molto più grande, ruota più lentamente e la luce emessa rimane ampiamente polarizzata. La quantità di luce polarizzata/depolarizzata darà una quantificazione dell’interazione tra la proteina e il tracciante. (Vedere anche IMAP FP, sopra.)
  
  Leggete la nota applicativa: Sviluppo e ottimizzazione di un saggio di polarizzazione della fluorescenza

ELISA (saggio di immunoassorbimento enzimatico)

Gli ELISA sono ampiamente utilizzati per la quantificazione delle proteine nella ricerca sul cancro. I lettori per micropiastre misurano i segnali generati in questi saggi per determinare la concentrazione di proteine specifiche, come citochine o fattori di crescita, che sono spesso rilevanti per la biologia del cancro

Per saperne di più sugli ELISA scaricando il nostro eBook, ELISA ha spiegato: dalle basi all'applicazione pratica.

AlphaScreen/AlphaLISA

AlphaLisa è un saggio omogeneo basato su microsfere per lo studio delle interazioni molecolari in formato micropiastra. Rispetto ai metodi ELISA tradizionali, che hanno diversi passaggi di lavaggio che possono danneggiare i monostrati cellulari e richiedono molto tempo, AlphaLISA non richiede passaggi di lavaggio, riducendo al minimo la perdita di cellule, con risultati più rapidi e più accurati.

Leggete la nota applicativa: Screening AlphaLISA sulla piattaforma di rilevazione multimodale per micropiastre SpectraMax Paradigm

TR-FRET (incluso HTRF)

L’HTRF® è una tecnologia versatile sviluppata da Cisbio per la rilevazione delle interazioni biomolecolari. L’HTRF®, una tecnologia per saggi sviluppata da Cisbio, combina la FRET (Fluorescence Resonance Energy Transfer, trasferimento di energia per risonanza della fluorescenza) standard con la misurazione della fluorescenza a tempo risolto, eliminando la fluorescenza di fondo di breve durata.

Leggete la nota applicativa: Saggio HTRF per il TNFα umano sul lettore per micropiastre multimodale SpectraMax Paradigm

Il dosaggio utilizza fluorofori donatore e accettore. Quando donatore e accettore sono abbastanza vicini l'uno all'altro, l'eccitazione del donatore da parte di una fonte di energia (ad esempio, una lampada flash) innesca un trasferimento di energia all'accettatore, che a sua volta emette una fluorescenza specifica a una determinata lunghezza d'onda. HTRF è anche ampiamente utilizzato in sostituzione del classico ELISA in quanto fornisce una semplice, nessuna strategia di lavaggio per rilevare e quantificare le proteine in appena due ore. Inoltre, ha un'ampia gamma rilevabile ed è scalabile con una lunga stabilità del segnale.

Leggete la nota applicativa: Normalizzazione dei saggi HTRF sulle citochine in funzione della vitalità cellulare

Specie reattive dell’ossigeno (ROS)

I ROS sono associati allo stress ossidativo e allo sviluppo del cancro. I lettori di micropiastre possono quantificare i livelli di ROS, aiutando i ricercatori a comprendere lo stato ossidativo delle cellule tumorali e come può contribuire alla progressione del cancro.

Leggete la nota applicativa: Misurazione delle specie reattive dell’ossigeno con i lettori per micropiastre SpectraMax

Analisi del ciclo cellulare

L’analisi del ciclo cellulare è uno studio importante spesso necessario nella ricerca sul cancro. Di solito, viene eseguita attraverso citometria a flusso. Tuttavia, il lettore per micropiastre multimodale SpectraMax® i3x dotato del citometro 300 per imaging SpectraMax® MiniMax™ può essere utilizzato per l’acquisizione e l’analisi di immagini di sferoidi FUCCI (indicatore del ciclo cellulare basato sull’ubiquitinazione fluorescente). Gli sferoidi FUCCI sono stati sviluppati per studiare la progressione del ciclo cellulare del cancro in quanto consentono l'identificazione delle cellule in varie fasi del ciclo cellulare. La tecnologia FUCCI è basata sull’iperespressione delle proteine dipendenti dal ciclo cellulare geminina e Cdt1, che sono fuse, rispettivamente, a un fluoroforo verde e a un fluoroforo rosso. I livelli di Cdt1 e geminina fluttuano in modo differenziale durante tutto il ciclo cellulare: I livelli di Cdt1 raggiungono il picco nella fase G1; mentre i livelli di geminina aumentano nella fase S, G2 e M tardiva. Ciò si traduce nel nucleo delle cellule che esprimono FUCCI che appaiono rosse nella fase G1 e verdi nella fase S, G2 e M (Figura 10). Sebbene questo saggio non sia indicato per gli screening HTS, è un saggio per micropiastre importante che può essere implementato una volta selezionati i conduttori composti per una caratterizzazione ulteriore e più profonda.

Leggete la nota applicativa: Acquisizione e analisi delle immagini di sferoidi con la tecnologia FUCCI sul citometro SpectraMax MiniMax

Figura 10. Analisi del ciclo cellulare FUCCI. Le proteine del ciclo cellulare marcate con fluorescenza mCherry-Cdt e AmCyan-geminin sono espresse o degradate durante diverse fasi del ciclo cellulare in modo tale che le cellule appaiano rosse durante la fase G1 e verdi durante le fasi S, G2 e M. L’imaging cellulare può essere utilizzato per monitorare il ciclo cellulare in varie condizioni sperimentali.

Liberare il potenziale dei lettori per micropiastre nella ricerca sul cancro

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